• No results found

IV. RESULTS  AND  DISCUSSION

3.1.   Background

3.5.2.   Multilocus  sequence  analysis  (MLSA)

-­‐147-­‐  

 

3.5.2.  Multilocus  sequence  analysis  (MLSA)  

In   order   to   complement   the   intraspecific   diversity   studies   of  Halococcus  strains,   two   coding   proteins   hypervariable  positions  using  Gblocks  program  (http://molevol.ibmb.csic.es/Gblocks_-­‐server.html).  The   total  number  of  substitutions  independently  of  whether  they  were  synonymous  or  nonsynonymous,  as   well  as  the  number  of  insertions-­‐deletions,  were  calculated  for  each  gene.  After  the  translation  of  the   each  alignment,  number  of  informative  positions,  and  accession  numbers  are  specified.  

 

Results  and  Discussion:  Chapter  3  

Results  and  Discussion:  Chapter  3   calculations.  The  bar  indicates  2%  sequence  divergence.  

 

Results  and  Discussion:  Chapter  3   this  observation,  two  different  phylogenetic  reconstructions  were  performed.  The  first  was  done  using   sequences  from  the  three  genes  used  for  MLSA  analysis  (Fig.  34),  and  the  second,  additionating  the  16S   contribution  of  atpB  and  ITS  genes,  whose  phylogenetic  reconstructions  also  showed  that  these  strains   were  not  closely  related  (see  Fig.33).  

Results  and  Discussion:  Chapter  3  

Figure  34:  PHYML-­‐based  phylogenetic  reconstructions  of  a  concatenated  of  the  three  genes  studied,  showing  also   the   inclusion   of   16S   rRNA   gene   sequences.   The   bootstrap   values   are   obtained   after   100   calculations.   The   bar   indicates  2%  sequence  divergence.  

 

Results  and  Discussion:  Chapter  3  

 

-­‐152-­‐  

 

3.6.  Conclusions  

In   this   chapter,   the   suitability   of   the   salt   glands   of   the   seabird  C.   diomedea   as   a   potential   habitat   for   cultivable  extremely  halophilic  aerobic  prokaryotes  has  been  analyzed.  All  the  microorganisms  isolated   using  the  methods  described  above  were  members  of  the  Archaea  domain,  whereas  members  of  the   Bacteria  domain  were  not  detected.  The  sequencing  of  the  16S  rRNA  gene  in  fourteen  selected  colonies   affiliated  the  new  isolates  with  Halococcus  spp.    

Members  of  this  genus  have  been  found  in  environments  as  distinct  as  solar  saltern  brines  (Javor,  1984),   stromatolites   (Goh   et   al.,   2006),   fish   sauce   (Namwong   et   al.,   2007),   alpine   salt   deposits   from   the   Permian  age  (Stan-­‐Lotter  et  al.,  2002),  and  salted  codfish  (Farlow,  1880).  All  such  findings  indicate  that   Halococcus   spp.   may   be   very   versatile   as   revealed   by   the   enormous   range   of   environments   in   where   they  thrive,  or  highly  resistant  to  hostile  environments  as  low-­‐salinity  systems  (Rodríguez-­‐Valera  et  al.,   1979).  Seven  of  the  fourteen  strains  that  affiliated  with  the  genus  Halococcus  were  further  studied.  The   phylogenetic   reconstruction   based   on   the   nearly   complete   sequence   of   the   16S   rRNA   gene   of   the   isolates   affiliated   them   with   the   three   species  Hcc.   morrhuae,  Hcc.   dombrowskii   (Stan-­‐Lotter   et   al.,   2002),  and  Hcc.  quingdaonensis  (Wang  et  al.,  2007).  In  particular,  for  this  group  of  species,  the  sequence   divergence   is   so   low   (27   changes   in   homologous   positions   in   the   whole   alignment)   that   no   clear   branching  order  could  be  revealed.  Actually,  all  of  them  form  a  clade  without  resolution  at  the  species   level.  The  lack  of  resolution  power  at  the  species  category  level  of  the  small  subunit  of  the  ribosome  is   well   known,   and   thus   DDH   is   appealed   to   solve   the   discrimination   (Stackebrandt   et   al.,   2002).   In   our   case,  the  identification  of  the  new  isolates  to  the  existing  species  was  clear  by  using  DDH.  The  results   indicated   that   six   of   them   could   be   identified   as   members   of  Hcc.   morrhuae,   and   one   to  Hcc.  

dombrowskii.   However,   the   phenotypic   traits   studied   showed   that   the   strain   collection   was   endorsed   with   a   certain   degree   of   diversity.   The   problem   is   that,   due   to   the   diverse   metabolism   shown   by   the   strains  in  study,  no  clear  phenotypic  property  is  found  to  assure  a  distinct  species  status  (Stackebrandt   et  al.,  2002).  

The  fact  that  genospecies  cannot  be  phenotypically  discriminated  is  not  unusual  for  species  that  account   with   a   large   set   of   isolates,   and   this   is   especially   evident   in   widely   spread   species   with   versatile   metabolism   (Rosselló-­‐Móra   &   Amann,   2001).   In   such   cases,   when   difficulties   to   discriminate   genomic   groups  by  means  of  phenotypic  traits  arise,  the  plausible  classification  may  be  as  genomovars  (Rosselló-­‐

Móra  &  Amann,  2001).  The  difficulties  in  discriminating  both  species  are  even  reinforced  by  our  studies   on  MLSA.  The  taxonomic  problem  raised  here  has  no  trivial  solution.    

 

Results  and  Discussion:  Chapter  3  

 

-­‐153-­‐  

 

As  Hcc.  dombrowskii,  numerous  species  are  yearly  classified  basing  their  studies  on  a  single  strain,  a  fact   that  hampers  the  recognition  of  the  taxon  diversity,  and  endorses  the  species  description  with  a  high   degree   of   rigidity   (Christensen   et   al.,   2001).   The   problems   arise   when   new   closely   related   strains   are   isolated  and  their  genetic  and  phenotypic  profiles  do  not  match  that  of  the  type  strain,  leading  to  the   species  description  emendation,  or  even  to  reclassification.  Some  microbiologists  consider  the  current   definition  too  coarse  to  circumscribe  what  may  be  a  unit  assumed  to  be  species  (Konstantinidis  &  Tiedje,   2007).   However,   others   appeal   to   the   use   of   a   pragmatic   species   circumscription   for   prokaryotes   (Rosselló-­‐Móra  &  Amann,  2001),  in  where  a  certain  degree  of  intraspecific  variation  is  allowed.  In  this   case,   applying   a   relaxed   definition   would   simplify   the   discussion   on   the   species   colonization   of   bird   nostrils,  as  it  would  recognize  just  one  colonizing  species.    

In  any  case,  and  independently  of  the  fact  that  we  may  recognize  one  or  two  species  colonizing  nostrils,   it  is  clear  that  this  environment  constitutes  an  ideal  habitat  for  the  colonization  of  haloarchaea  due  to   the  presence  of  the  salt  crystals  produced  by  the  salt  gland.  The  isolation  of  closely  related  members   from   all   sampled   nostrils,   indicates   that  Halococcus   are   part   of   their   natural   culturable   epizootic   microbial   community.   Even   if   we   consider   that   two   species   of   the   same   genus   coexist   on   the   nostril   mucosa,  the  observation  is  not  surprising.  As  much  as  nine  different  species  of  Deinococcus  have  been   demonstrated  to  coexist  in  the  same  environment  (Rainey  et  al.,  2005).  In  any  case,  all  the  data  analyzed   here  showed  both  species  to  be  very  closely  related  although  phenotypically  indistinguishable,  and  most   probably  sharing  an  ecological  niche.  

 

Finally,  the  demonstration  that  the  salt-­‐excreting  glands  of  seabirds  constitute  an  appropriate  habitat   for  extremely  halophilic  prokaryotes  may  have  as  well  implications  in  their  dispersion  mechanism.  The   migratory  habits  of  C.  diodomea  allows  them  to  reach  very  distant  environments  in  a  constant  yearly   basis  (González-­‐Solís  et  al.,  2007),  and  may  help  in  the  dispersion  of  Halococcus  spp.  through  Earth.  This   may   constitute   one   of   the   most   rapid   and   effective   mechanisms   to   blurry   allopatric   speciation   for   members  of  this  archaeal  species.  

           

 

                                           

    V.  CONCLUSIONS  

           

 

Conclusions  

 

-­‐157-­‐  

 

1. The   intraspecific   metabolic   geographical   patterns   of  Salinibacter   ruber   strains   isolated   from   different   geographical   areas   can   be   readily   revealed   by   High   Resolution   Mass   Spectrometry   (ICR-­‐FT/MS)   approach,   whereas   standard   genetic   methods   as   Multilocus   Sequence   Analysis   (MLSA)   and   other   molecular   fingerprinting   failed   to   resolve   the   corresponding   genetic-­‐

geographic  patterns.  

 

2. Mediterranean,   Atlantic   and   Peruvian   strains   can   be   distinguished   by   some   membrane-­‐

associated   compounds,   which   could   be   the   result   of   the   influence   of   the   different   environmental  conditions  of  the  sites  in  where  they  had  been  isolated.    

 

3. The  metabolic  response  of  the  two  closest  relative  S.  ruber  strains  M8  and  M31  under  stress  or   at  the  stationary  phase  of  the  growth  curve  revealed  a  gradual  loss  of  culturability.  However,   the  abrupt  drop  in  the  culturability  was  not  accompanied  by  a  decrease  in  FISH  counts,  pointing   to  a  transition  to  viable  but  non-­‐cultivable  state  rather  than  cell  death  especially  under  adverse   conditions.  

 

4. The   most   remarkable   metabolomic   changes   during   the   transition   from   exponential   to   stationary   phase   and   during   stress   conditions   were   attributed   to   modifications   in   the   composition   of   the   cell   envelope,   and   especially   in   the   cell   membrane.   These   changes   were   related   to   the   length   or   saturation   ratio   of   the   fatty   acids   involved   in   the   glycerolipid   and   glycerophospholipid  metabolisms.  

 

5. High  Resolution  Mass  Spectrometry  (ICR-­‐FT/MS)  approach  showed  to  have  a  higher  resolution   power  for  revealing  biogeographical  patterns  and  metabolic  changes  under  adverse  conditions,   demonstrating   that   the   pathways   related   to   the   synthesis   and   metabolism   of   cell   envelope   compounds   in   the   extremely   halophilic   bacteria  Salinibacter   ruber   could   be   the   first   line   of   defence  guarding  the  organism  from  environmental  conditions.  

 

6. The   isolation   of   closely   related  Halococcus   strains   from   salt-­‐excreting   glands   of   seabirds   demonstrate  that  they  constitute  an  appropriate  habitat  for  extremely  halophilic  prokaryotes   and  may  constitute  a  rapid  and  effective  mechanism  of  dispersal    the  members  of  this  archaeal   and  other  halophilic  species.  

 

                                           

    REFERENCES  

           

 

References                                                                                                                          

 

-­‐161-­‐  

 

Adekambi,  T.  &  Drancourt,  M.  (2004).  Dissection  of  phylogenetic  relationships  among  19  rapidly  growing   Mycobacterium   species   by   16S   rRNA,   hsp65,  sodA,  recA   and  rpoB   gene   sequencing.   Int   J   Syst   Evol   Microbiol  54,  2095-­‐2105.    

 

Akiyama,  Y.  (2009).  Quality  control  of  cytoplasmic  membrane  proteins  in  Escherichia  coli.  J  Biochem  146,   449-­‐454.  

 

Alfredsson,   G.A.,   Kristjansson,   J.K.,   Hjörleifsdottir,   S.   &   Stetter,   K.O.   (1988).  Rhodotermus   marinus,   gen.nov.,   sp.nov.,   a   thermophilic,   halophilic   bacterium   from   submarine   hot   springs   in   Iceland.   J   Gen   Microbiol  134,  299-­‐306.  

 

Amann,   R.I.,   Krumholz,   L.   &   Stahl,   D.A.   (1990).   Fluorescent-­‐oligonucleotide   probing   of   whole   cells   for   determinative,  phylogenetic,  and  environmental  studies  in  microbiology.  J  Bacteriol  172,  762-­‐770.  

 

Amann,   R.I.,   Ludwig,   W.   &   Schleifer,   K.H.   (1995).   Phylogenetic   identification   and  in   situ   detection   of   individual  microbial  cells  without  cultivation.  Microbiol  Rev  59,  143-­‐169.  

 

Antón,  J.,  Llobet-­‐Brossa,  E.,  Rodríguez-­‐Valera,  F.  &  Amann,  R.  (1999).  Fluorescence  in  situ  hybridization   analysis  of  the  prokaryotic  community  inhabiting  crystallizer  ponds.  Environ  Microbiol  1,  517-­‐523.  

 

Antón,  J.,  Rosselló-­‐Móra,  R.,  Rodríguez-­‐Valera,  F.  &  Amann,  R.  (2000).  Extremely  halophilic  bacteria  in   crystallizer  ponds  from  solar  salterns.  Appl  Environ  Microbiol  66,  3052-­‐3057.  

 

Antón,  J.,  Oren,  A.,  Benlloch,  S.,  Rodríguez-­‐Valera,  F.,  Amann,  R.  &  Rosselló-­‐Móra,  R.  (2002).  Salinibacter   ruber  gen.  nov.,  sp.  nov.,  a  novel,  extremely  halophilic  member  of  the  Bacteria  from  saltern  crystallizer   ponds.  Int  J  Syst  Evol  Microbiol  52,  485-­‐491.  

 

Antón,   J.,   Peña,   A.,   Valens-­‐Vadell,   M.,   Santos,   F.,   Glöckner,   F.O.,   Bauer,   M.,   Dopazo,   J.,   Herrero,   J.,   Rosselló-­‐Móra,   R.   &   Amann,   R.   (2005).  Salinibacter   ruber:   genomics   and   biogeography.   In:   Gunde-­‐

Cimerman,  N.,  Oren,  A.  &  Plemenitas,  A.  (eds)  Adaptation  of  Life  at  high  salt  concentrations  in  Archaea,   Bacteria,  and  Eukarya.  Springer,  Dordrecht,  pp  255-­‐266.  

 

References                                                                                                                          

 

-­‐162-­‐  

 

Antón,   J.,   Peña,   A.,   Santos,   F.,   Martínez-­‐García,   M.,   Schmitt-­‐Kopplin,   P.   &   Rosselló-­‐Mora,   R.   (2008).  

Distribution,   abundance   and   diversity   of   the   extremely   halophilic  bacterium   Salinibacter   ruber.   Saline   Systems  4,  15.  

 

Antony,  R.,  Krishnan,  K.P.,  Thomas,  S.,  Abraham,  W.P.  &  Thamban,  M.  (2009).  Phenotypic  and  molecular   identification  of  Cellulosimicrobium  cellulans  isolated  from  Antarctic  snow.  Antónie  Van  Leeuwenhoek   96,  627-­‐634.  

 

Baati,  H.,  Guermazi,  S.,  Amdouni,  R.,  Gharsallah,  N.,  Sghir,  A.  &  Ammar,  E.  (2008).  Prokaryotic  diversity  of   a  Tunisian  multipond  solar  saltern.  Extremophiles  12,  505-­‐518.  

 

Bae,   W.,   Jones,   P.G.   &   Inouye,   M.   (1997).   CspA,   the   major   cold   shock   protein   of  Escherichia   coli,   negatively  regulates  its  own  gene  expression.  J  Bacteriol  179,  7081-­‐7088.  

 

Balashov,   S.P.,   Imasheva,   E.S.,   Boichenko,   V.A.,   Antón,   J.,   Wang,   J.M.   &   Lanyi,   J.   K.   (2005).  

Xanthorhodopsin:  a  proton  pump  with  a  light-­‐harvesting  carotenoid  antenna.  Science  309,  2061-­‐2064.  

 

Balashov,  S.P.  &  Lanyi,  J.K.  (2007).  Xanthorhodopsin:  Proton  pump  with  a  carotenoid  antenna.  Cell  Mol   Life  Sci  64,  2323-­‐2328.  

 

Baliga,   N.   S.,   Bonneau,   R.,   Facciotti,   M.   T.,   Pan,   M.,   Glusman,   G.,   Deutsch,   EW.,   Shannon,   P.,   Chiu,   Y.,   Weng,  R.S.,  Gan,  R.R.,  Hung,  P.,  Date,  S.V.,  Marcotte,  E.,  Hood,  L.  &    Ng,  W.V.  (2004).  Genome  sequence   of  Haloarcula  marismortui:  a  halophilic  archaeon  from  the  Dead  Sea.  Genome  Res  14,  2221-­‐2234.  

 

Barker,  M.  &  Rayens,  W.  (2003)  .Partial  least  squares  for  discrimination.  J  Chemometr  17,  166-­‐173    

Benlloch,   S.,   Acinas,   S.G.,   Antón,   J.,   López-­‐López,   A.,   Luz,   S.P.   &   Rodríguez-­‐Valera,   F.   (2001).   Archaeal   Biodiversity  in  Crystallizer  Ponds  from  a  Solar  Saltern:  Culture  versus  PCR.  Microb  Ecol  41,  12-­‐19.  

 

Benlloch,   S.,   López-­‐López,   A.,   Casamayor,   E.   O.,   Ovreas,   L.,   Goddard,   V.,   Daae,   F.L.,   Smerdon,   G.,   Massana,   R.,   Joint,   I.,   Thingstad,   F.,   Pedrós-­‐Alió,   C.   &   Rodríguez-­‐Valera,   F.   (2002).   Prokaryotic   genetic   diversity  throughout  the  salinity  gradient  of  a  coastal  solar  saltern.  Environ  Microbiol  4,  349-­‐360.  

References                                                                                                                          

 

-­‐163-­‐  

 

Benlloch,  S.,  Martínez-­‐Murcia,  A.J.,  &  Rodríguez-­‐Valera,  F.  (1995).  Sequencing  of  bacterial  and  archaeal   16S  rRNA  genes  directly  amplified  from  a  hypersaline  environment.  Syst  Appl  Microbiol  18,  574-­‐581.  

 

Bennasar,  A.,  Mulet,  M.,  Lalucat,  J.  &  Garcia-­‐Valdes,  E.  (2010).  PseudoMLSA:  a  database  for  multigenic   sequence  analysis  of  Pseudomonas  species.  BMC  Microbiol  10,  118.  

 

Bloomfield,   S.F.,   Stewart,   G.S.,   Dodd,   C.E.,   Booth,   I.R.   &   Power,   E.G.   (1998).   The   viable   but   non-­‐

culturable  phenomenon  explained?  Microbiology  144,  1-­‐3.  

 

Boulos,  L.,  Prevost,  M.,  Barbeau,  B.,  Coallier,  J.  &  Desjardins,  R.  (1999).  LIVE/DEAD  BacLight  :  application   of  a  new  rapid  staining  method  for  direct  enumeration  of  viable  and  total  bacteria  in  drinking  water.  J   Microbiol  Methods  37,  77-­‐86.  

 

Bradford,   M.M.   (1976).   A   rapid   and   sensitive   method   for   the   quantitation   of   microgram   quantities   of   protein  utilizing  the  principle  of  protein-­‐dye  binding.  Anal  Biochem  72,  248-­‐254.  

 

Brown,  J.H.  &  Lomolino,  M.V.  (1998).  Biogeography.  2nd  edition.  Sinauer  Sunderland,  MA.  

 

Bucarey,  S.A.,  Villagra,  N.A.,  Fuentes,  J.A.  &  Mora,  G.C.  (2006).  The  cotranscribed  Salmonella  enterica  sv.  

Typhi   tsx   and   impX   genes   encode   opposing   nucleoside-­‐specific   import   and   export   proteins.   Genetics   173,  25-­‐34.  

 

Busse,   H.,   El-­‐Banna,   T.   &   Auling,   G.   (1989).   Evaluation   of   different   approaches   for   identification   of   xenobiotic-­‐  degrading  pseudomonads.  Appl  Environ  Microbiol  55,  1578-­‐1583.  

 

Bylesjö,  M.,  Rantalainen,  M.,  Cloarec,  O.,  Nicholson,  J.K.,  Holmes,  E.  &  Trygg,  J.  (2006).  OPLS  discriminant   analysis:  combining  the  strengths  of  PLS-­‐DA  and  SIMCA  classification.  J  Chemometr  20,  341-­‐351  

 

Casamayor,   E.O.,   Massana,   R.,   Benlloch,   S.,   Ovreas,   L.,   Diez,   B.,   Goddard,   V.J.,   Gasol,   J.M.,   Rodríguez-­‐

Valera,   F.   &   Pedrós-­‐Alió,   C.   (2002).   Changes   in   archaeal,   bacterial   and   eukaryal   assemblages   along   a   salinity  gradient  by  comparison  of  genetic  fingerprinting  methods  in  a  multipond  solar  saltern.  Environ   Microbiol  4,  338-­‐348.  

References                                                                                                                          

 

-­‐164-­‐  

 

Caumette,   P.,   Mattheron,   R.,   Raymond,   N.   &   Relexans,   J-­‐C.   (1994).   Microbial   mats   in   the   hypersaline   ponds  of  Mediterranean  Salterns  (Salins-­‐de-­‐Giraud,  France).  FEMS  Microbiol  Ecol  13,  273-­‐286.  

 

Cavalier-­‐Smith,  T.  (2007).  Concept  of  a  bacterium  still  valid  in  prokaryote  debate.  Nature  446,  257.  

 

Cho,   B.   (2005).   Heterotrophic   flagellates   in   hypersaline   waters.   In:   Gunde-­‐Cimerman,   Oren,   A.,   Plemenitas,   A.   (eds)   Adaptation   of   Life   at   high   salt   concentrations   in  Archaea,  Bacteria,   and  Eukarya.  

Springer,  Dordrecht,  pp  543-­‐549.  

 

Cho,   J.C.   &   Tiedje,   J.M.   (2000).   Biogeography   and   degree   of   endemicity   of   fluorescent  Pseudomonas   strains  in  soil.  Appl  Environ  Microbiol  66,  5448-­‐5456.  

 

Christensen,   H.,   Bisgaard,   M.,   Frederiksen,   W.,   Mutters,   R.,   Kuhnert,   P.   &   Olsen,   J.E.   (2001).   Is   characterization  of  a  single  isolate  sufficient  for  valid  publication  of  a  new  genus  or  species?  Proposal  to   modify  recommendation  30b  of  the  Bacteriological  Code  (1990  Revision).  Int  J  Syst  Evol  Microbiol  51,   2221-­‐2225.  

 

Christensen,   H.,   Kuhnert,   P.,   Olsen,   J.E.   &   Bisgaard,   M.   (2004).   Comparative   phylogenies   of   the   housekeeping  genes  atpD,  infB  and  rpoB  and  the  16S  rRNA  gene  within  the  Pasteurellaceae.  Int  J  Syst   Evol  Microbiol  54,  1601-­‐1609.  

 

Christian,  J.H.  &  Waltho,  J.A.  (1962).  Solute  concentrations  within  cells  of  halophilic  and  non-­‐halophilic   bacteria.  Biochim  Biophys  Acta  65,  506-­‐508.  

 

Corcelli,  A.,  Lattanzio,  V.M.,  Mascolo,  G.,  Babudri,  F.,  Oren,  A.  &  Kates,  M.  (2004).  Novel  sulfonolipid  in   the  extremely  halophilic  bacterium  Salinibacter  ruber.  Appl  Environ  Microbiol  70,  6678-­‐6685.  

 

Coucheney,  E.,  Daniell,  T.J.,  Chenu,  C.  &  Nunan,  N.  (2008).  Gas  chromatographic  metabolic  profiling:  a   sensitive  tool  for  functional  microbial  ecology.  J  Microbiol  Methods  75,  491-­‐500.  

     

References                                                                                                                          

 

-­‐165-­‐  

 

Coutard,  F.,  Crassous,  P.,  Droguet,  M.,  Gobin,  E.,  Colwell,  R.R.,  Pommepuy,  M.  &  Hervio-­‐Heath,  D.  (2007).  

Recovery   in   culture   of   viable   but   nonculturable  Vibrio   parahaemolyticus:   regrowth   or   resuscitation?.  

Isme  J  1,  111-­‐120.  

 

Coyne  J.A  &  Orr,  H.A.  (2004).  Speciation.  Sinauer  Sunderland,  MA.  

 

de  la  Haba,  R.R.,  Marquez,  M.D.,  Papke,  R.T.  &  Ventosa,  A.  (2011).  Multilocus  sequence  analysis  (MLSA)   of  the  family  Halomonadaceae.  Int  J  Syst  Evol  Microbiol.  In  press.  

 

Denich,  T.J.,  Beaudette,  L.A.,  Lee,  H.  &  Trevors,  J.T.  (2003).  Effect  of  selected  environmental  and  physico-­‐

chemical  factors  on  bacterial  cytoplasmic  membranes.  J  Microbiol  Methods  52,  149-­‐182.    

 

DiRusso,  C.C.  &  Nyström,  T.  (1998).  The  fats  of  Escherichia  coli  during  infancy  and  old  age:  regulation  by   global  regulators,  alarmones  and  lipid  intermediates.  Mol  Microbiol  27,  1-­‐8  

 

DiRusso,  C.C.,  Black,  P.N.  &  Weimar,  J.D.  (1999).  Molecular  inroads  into  the  regulation  and  metabolism   of  fatty  acids,  lessons  from  bacteria.  Prog  Lipid  Res  38,  129-­‐197.  

 

Dunn,  W.B.  (2008).  Current  trends  and  future  requirements  for  the  mass  spectrometric  investigation  of   microbial,  mammalian  and  plant  metabolomes.  Phys  Biol  5,  011001.  

 

Ede,  S.M.,  Hafner,  L.M.  &  Fredericks,  P.M.  (2004).  Structural  changes  in  the  cells  of  some  bacteria  during   population  growth:  a  Fourier  transform  infrared-­‐attenuated  total  reflectance  study.  Appl  Spectrosc  58,   317-­‐322.  

 

Elevi-­‐Bardavid,   R.,   Ionescu,   D.,   Oren,   A.,   Rainey,   F.,   Hollen,   B.,   Bagaley,   D.,   Small,   A.   &   and   Mckay,   C.  

(2007).   Selective   enrichment,   isolation   and   molecular   detection   of  Salinibacter   and   related   extremely   halophilic  Bacteria  from  hypersaline  environments.  Hydrobiologia  576,  3-­‐13.  

 

Estrada,  M.,  Henriksen,  P.,  Gasol,  J.M.,  Casamayor,  E.O.  &  Pedrós-­‐Alió,  C.  (2004).  Diversity  of  planktonic   photoautotrophic  microorganisms  along  a  salinity  gradient  as  depicted  by  microscopy,  flow  cytometry,   pigment  analysis  and  DNA-­‐based  methods.  FEMS  Microbiol  Ecol  49,  281-­‐293.  

References                                                                                                                          

 

-­‐166-­‐  

 

Facey,   S.J.   &   Kuhn,   A.   (2010).   Biogenesis   of   bacterial   inner-­‐membrane   proteins.   Cell   Mol   Life   Sci   67,   2343-­‐2362.  

 

Farlow,  W.  (1880).On  the  nature  of  the  peculiar  reddening  of  salted  codfish  during  the  summer  season.  

U.S.  Comm.  Fish.  and  Fisheries  Ppt.  1878  (pt  6),  pp.  969-­‐973.  

 

Fenchel,  T.  (2003).  Microbiology.  Biogeography  for  bacteria.  Science  301,  925-­‐926.  

 

Fenchel,  T.  &  Finlay,  B.J.  (2006).  The  diversity  of  microbes:  resurgence  of  the  phenotype.  Philos  Trans  R   Soc  Lond  B  Biol  Sci  361,  1965-­‐1973.  

 

Figuerola,   J.,   Green,   A.J.   &   Michot,   T.C.   (2005).   Invertebrate   eggs   can   fly:   evidence   of   waterfowl-­‐

mediated  gene  flow  in  aquatic  invertebrates.  The  American  naturalist  165,  274-­‐280.  

 

Fleischmann,  R.D.,  Adams,  M.D.,  White,  O.,  Clayton,  R.A.,  Kirkness,  E.F.,  Kerlavage,  A.R.,  Bult,  C.J.,  Tomb,   J.F.,  Dougherty,  B.A.,  Merrick,  J.M.,  et  al.  (1995).  Whole-­‐genome  random  sequencing  and  assembly  of   Haemophilus  influenzae  Rd.  Science  269,  496-­‐512.  

 

García,  M.  (2009).  Bacterial  communities  associated  to  seagrass  (Posidonia  spp)  rhizosphere  in  organic-­‐

rich  carbonate  sediments.  In  doctoral  thesis,  Departamento  de  Biología,  Universidad  de  les  Illes  Balears,   Palma  de  Mallorca,    pp  56-­‐57.  

 

García,  D.E.,  Baidoo,  E.E.,  Benke,  P.I.,  Pingitore,  F.,  Tang,  Y.J.,  Villa,  S.  &  Keasling,  J.D.  (2008).  Separation   and  mass  spectrometry  in  microbial  metabolomics.  Curr  Opin  Microbiol  11,  233-­‐239.  

 

Garrity,  G.M.,  Bell,  J.,  &  Lilburn,  T.G.  (2003).  Taxonomic  outline  of  prokaryotes.  Bergey's  of  Systematic   Bacteriology,  2nd  edn,  .Release  4.0,  Sringer-­‐Verlag,  New  York,  pp  397.  

 

Gevers,  D.,  Cohan,  F.M.,  Lawrence,  J.G.,  Spratt,  B.G.,  Coenye,  T.,  Feil,  E.J.,  Stackebrandt,  E.,  Van  de  Peer,   Y.,  Vandamme,  P.,  Thompson,  F.L.  &  Swings,  J.  (2005).  Opinion:  Re-­‐evaluating  prokaryotic  species.  Nat   Rev  Microbiol  3,  733-­‐739.  

 

References                                                                                                                          

 

-­‐167-­‐  

 

Ghuysen,  J.  &  Hakenbeck,  R.  (1994).  Bacterial  cell  wall.  In:  Neuberger,  A.  &  Van  Deenen,  L.L.M  (eds)  New   Comprehensive  Biochemistry  vol  27.  Elsevier  Science,  Amsterdam.  

 

Godchaux   III,   W.   &   Leadbetter,   E.R.   (1984).   Sulfonolipids   of   glidin   bacteria.   Structure   of   the   N-­‐

acylaminosulfonates.  J  Biol  Chem  259,  2982-­‐2990.  

 

Goh,   F.,   Leuko,   S.,   Allen,   M.A.,   Bowman,   J.P.,   Kamekura,   M.,   Neilan,   B.A.   &   Burns,   B.P.   (2006).  

Halococcus  hamelinensis  sp.  nov.,  a  novel  halophilic  archaeon  isolated  from  stromatolites  in  Shark  Bay,   Australia.  Int  J  Syst  Evol  Microbiol  56,  1323-­‐1329.  

 

González-­‐Solís,   J.,   Croxall,   J.,   Oro,   D.   &   Ruiz,   X.   (2007).   Transequatorial   migration   and   mixing   in   the   wintering  area  in  a  pelagic  seabird.  Front  Ecol  Environ  5,  297-­‐301.  

 

Goodacre,   R.,   Vaidyanathan,   S.,   Dunn,   W.B.,   Harrigan,   G.G.   &   Kell,   D.B.   (2004).   Metabolomics   by   numbers:  acquiring  and  understanding  global  metabolite  data.  Trends  Biotechnol  22,  245-­‐252.  

 

Grant,   W.D.,   Kamekura,   M.,   McGenity,   T.J.   &.   Ventosa,   A.   (2001).   Class   III.  Halobacteria   class.   nov.   In   Boone,   D.R.,   Castenholz,   R.W.   &   Garrity,   G.M.(eds)   Bergey’s   Manual   of   Systematics   Bacteriology,   2nd   edn,  vol  1.  Sprinper,  New  York,  pp.  294-­‐334.  

 

Green,  J.  &  Bohannan,  B.  J.  (2006).  Spatial  scaling  of  microbial  biodiversity.  Trends  Ecol  Evol  21,  501-­‐507.  

 

Green,   J.L.,   Bohannan,   B.J.   &   Whitaker,   R.J.   (2008).   Microbial   biogeography:   from   taxonomy   to   traits.  

Science  320,  1039-­‐1043.  

 

Guindon,  S.  &  Gascuel,  O.  (2003).  A  simple,  fast,  and  accurate  algorithm  to  estimate  large  phylogenies  by   maximum  likelihood.  Syst  Biol  52,  696-­‐704.  

 

Guixa-­‐Boixareu,   N.,   Calderon-­‐Paz,   J.I.,   Heldal,   M.,   Bratbak,   M,   &   Pedrós-­‐Alió,   C.   (1996).   Viral   lysis   and   bacterivory  as  prokaryotic  loss  factors  along  a  salinity  gradient.  Aquat  Microb  Ecol  11,  213-­‐227.  

   

References                                                                                                                          

 

-­‐168-­‐  

 

Gunde-­‐Cimermana,  N.,  Zalarb,  P.,  de  Hoogc,  S.  &  Plemenitas,  A.  (2000).  Hypersaline  waters  in  salterns   natural  ecological  niches  for  halophilic  black  yeasts.  FEMS  Microbiol  Ecol  32,  235-­‐240.  

 

Hadrys,   H.,   Balick,   M.   &   Schierwater,   B.   (1992).   Applications   of   random   amplified   polymorphic   DNA   (RAPD)  in  molecular  ecology.  Mol  Ecol  1,  55-­‐63.  

 

Hallsworth,  J.E.,  Yakimov,  M.M.,  Golyshin,  P.N.,  Gillion,  J.L.,  D’Auria,  G.,  de  Lima  Alves,  F.,  La  Cono,  V.,   Genovese,   M.,   McKew,   B.A.,   Hayes,   S.L.,   Harris,   G.,   Giuliano,   L.,   Timmis,   K.N.   &   McGenity,   T.J.   (2007).  

Limits  of  life  in  MgCl2-­‐containing  environments:  chaotropicity  defines  the  window.  Environ  Microbiol  9,   801-­‐813.  

 

Hasegawa,  M.,  Kishino,  H.  &  Yano,  T.  (1985).  Dating  of  the  human-­‐ape  splitting  by  molecular  clock  of   mitochondrial  DNA.  J  Mol  Evol  22,  160-­‐174.  

 

Hartmann,  R.,  Sickinger,  H.D.  &  Oesterhelt,  D.  (1980).  Anaerobic  growth  of  halobacteria.  Proc  Natl  Acad   Sci  U  S  A  77,  3821-­‐3825.  

 

Hertkorn,   N.,   Ruecker,   C.,   Meringer,   M.,   Gugisch,   R.,   Frommberger,   M.,   Perdue,   E.M.,   Witt,   M.   &  

Schmitt-­‐Kopplin,  P.  (2007).  High-­‐precision  frequency  measurements:  indispensable  tools  at  the  core  of   the  molecular-­‐level  analysis  of  complex  systems.  Anal  Bioanal  Chem  389,  1311-­‐1327.  

 

Hitchcock,   P.J.   &   Brown,   T.M.   (1983).   Morphological   heterogeneity   among   Salmonella   lipopolysaccharide  chemotypes  in  silver-­‐stained  polyacrylamide  gels.  J  Bacteriol  154,  269-­‐277.  

 

Hoefel,   D.,   Grooby,   W.L.,   Monis,   P.T.,   Andrews,   S.   &   Saint,   C.P.   (2003).   Enumeration   of   water-­‐borne   bacteria   using   viability   assays   and   flow   cytometry:   a   comparison   to   culture-­‐based   techniques.   J   Microbiol  Methods  55,  585-­‐597.  

 

Holmes,  D.E.,  Nevin,  K.P.  &  Lovley,  D.R.  (2004).  Comparison  of  16S  rRNA,  nifD,  recA,  gyrB,  rpoB  and  fusA   genes  within  the  family  Geobacteraceae  fam.  nov.  Int  J  Syst  Evol  Microbiol  54,  1591-­‐1599.  

   

References                                                                                                                          

 

-­‐169-­‐  

 

Holmes,   E.   &   Antti,   H.   (2002).   Chemometric   contributions   to   the   evolution   of   metabonomics:  

mathematical  solutions  to  characterising  and  interpreting  complex  biological  NMR  spectra.  Analyst  127,   1549-­‐1557.  

 

Horner-­‐Devine,   M.C.,   Lage,   M.,   Hughes,   J.B.   &   Bohannan,   B.J.   (2004).   A   taxa-­‐area   relationship   for   bacteria.  Nature  432,  750-­‐753.  

 

Horner-­‐Devine,  M.C.,  Silver,  J.M.,  Leibold,  M.A.,  Bohannan,  B.J.M.,  Colwell,  R.K.,  Fuhrman,  J.A.,  Green,   J.L.,   Kuske,   C.R.,   Martiny,   J.B.H.,   Muyzer,   G.,   Ovreas,   L.,   Reysenbach,   A.L.,   &   Smith,   V.H.   (2007).   A   comparison  of  taxon  co-­‐occurrence  patterns  for  macro-­‐  and  microorganisms.  Ecology  88,  1345-­‐1353.  

 

Huang,   K.C.,   Mukhopadhyay,   R.,   Wen,   B.,   Gitai,   Z.   &   Wingreen,   N.S.   (2008).   Cell   shape   and   cell-­‐wall   organization  in  Gram-­‐negative  bacteria.  Proc  Natl  Acad  Sci  U  S  A  105,  19282-­‐19287.  

 

Hugenholtz,   P.,   Goebel,   B.M.   &   Pace,   N.R.   (1998).   Impact   of   culture-­‐independent   studies   on   the   emerging  phylogenetic  view  of  bacterial  diversity.  J  Bacteriol  180,  4765-­‐4774.  

 

Javor,  B.J.  (1984).  Growth  potential  of  halophilic  bacteria  isolated  from  solar  salt  environments:  carbon   sources  and  salt  requirements.  Appl  Environ  Microbiol  48,  352-­‐360.  

 

Javor,   B.J.   (1989).   Hypersaline   environments:Microbiology   and   Biogeochemistry   In   Brock,   D.   (ed)   Springer-­‐Verlag,  Berlin.  

 

Javor,  B.J.  (2002).  Industrial  microbiology  of  solar  salt  production.  J  Ind  Microbiol  Biotechnol  28,  42-­‐47.  

 

Jensen,   P.R.   &   Mafnas,   C.   (2006).   Biogeography   of   the   marine   actinomycete  Salinispora.   Environ   Microbiol  8,  1881-­‐1888.  

 

Jiang,  W.,  Hou,  Y.  &  Inouye,  M.  (1997).  CspA,  the  major  cold-­‐shock  protein  of  Escherichia  coli,  is  an  RNA   chaperone.  J  Biol  Chem  272,  196-­‐202.  

   

References                                                                                                                          

 

-­‐170-­‐  

 

Kanehisa,  M.  &  Goto,  S.  (2000).  KEGG:  kyoto  encyclopedia  of  genes  and  genomes.  Nucleic  Acids  Res  28,   27-­‐30.  

 

Kasai,   H.,   Watanabe,   K.   Gasteiger,   E.,   Bairoch,   A.,   Isono,   K.,   Yamamoto,   S.   &   Harayama,   S.  

(1998).Construction  of  the  gyrB  Database  for  the  Identification  and  Classification  of  Bacteria.  Genome   Inform  Ser  Workshop  Genome  Inform  9,  pp.  13-­‐21.  

 

Kellogg,  C.A.  &  Griffin,  D.W.  (2006).  Aerobiology  and  the  global  transport  of  desert  dust.  Trends    Ecol   Evol  21,  638-­‐644.  

 

Kemsley,   E.   (1996).   Discriminant   analysis   of   high-­‐dimensional   data:   a   comparision   of   principal  

Kemsley,   E.   (1996).   Discriminant   analysis   of   high-­‐dimensional   data:   a   comparision   of   principal