O método tradicionalmente mais usado para transformar o volume celular em biomassa de carbono consiste na determinação do número celular (concentração). Sendo a contagem em microscópio óptico ou invertido o método clássico. Utilizando suportes de contagem para estabelecer o número de eventos visualizados (células ou macromoléculas marcadas), sendo uma maneira direta de contagem do número celular. Nestes casos a câmara de Neubauer (de vidro ou espelhada) é altamente adequada para a contagem do fitoplâncton. O microscópio invertido de epi-fluorescência também é utilizado, pois usa diferentes excitações luminosas e filtros para distinguir as células fitoplanctônicas por meio da fluorescência natural dos pigmentos fotossintetizantes.
A citometria de fluxo é um método de contagem celular eletrônico, o qual usa de uma fonte de excitação e diferentes flags (filtros) para a contagem de populações de microalgas, sendo que a observação depende dos sinais naturais dos pigmentos fotossintéticos ou corantes fluorescentes de DNA (MARIE et al., 1997; EIGEMANNA et al., 2013). O sistema ótico de um citômetro de fluxo, geralmente, é composto por um laser azul e um sistema de filtros e lentes que permitem a distinção de 2 parâmetros de tamanho: FSC (foward scatter) sinais diretor de tamanho; SSC (side scatter) sinais laterais de dispersão de luz que captam a complexidade/densidade da partícula. Os parâmetros de fluorescência são coletados pelo conjunto de lentes perpendiculares, e focados em uma série de filtros óticos. O primeiro espelho (short pass) deixa passar as fluorescências verdes e amarelo-esverdeadas e reflete comprimentos de onda maiores pelo tubo fotomultiplicador FL1 (verde - amarelo esverdeado). A luz refletida volta para um segundo espelho (long pass) que deixa passar os comprimentos de onda vermelhos para o FL3 (vermelho) e reflete as luzes amarela e laranja para o FL2 (amarelo - laranja) (PARTENSKY & VAULOT, 1999; DUBELAAR & JONKER, 2000). Desta forma é possível contar de maneira direta o número de células pigmentadas.
Rodríguez et al. (1998) foram os primeiros a classificar o fitoplâncton por meio da citometria de fluxo, não apenas a partir do tamanho, mas também com base na fluorescência dos pigmentos ficoeritrina e da clorofila-a presentes nos fotossistemas. Ainda considerando citômetros que se utilizam do laser azul (488nm) para excitação podemos distinguir pigmentos através dos flags: FL1 (emissão-máx. 520nm) para distinguir fluorocromos que marcam DNA, sendo o SYBR® Green um dos mais utilizados para fitoplâncton; FL2
(emissão-máx. 578nm) para ficoeritrina (R-phycoerythrin); FL3 (emissão-máx. 678nm) para clorofilas e carotenóides (peridinin), além do marcador iodeto de propídio (PI), também muito utilizados para células do fito fixadas. Alguns citômetros que apresentam mais de um laser emissor podem apresentar mais flags, por exemplo, os que possuem o laser excitador vermelho (≈635nm) emitem no FL4 (emissão-máx. 660nm), determinante para as ficobilinas (phycocyanin) (MARIE et al., 1997; MARIE et al., 2014).
A partir do número celular pode ser calculado o biovolume celular e derivada a biomassa de carbono pela conversão por algorítimos pré-determinados através do estudo de culturas puras e amostras ambientais, representando médias as diferentes frações de diâmetro das comunidades picofitoplanctônicas (BJØRNSEN 1986; SIMON & AZAM, 1989; BJØRNSEN & KUPARINEN 1991; LI et al., 1992; CHRISTIAN & KARL, 1994; KROER, 1994; TROUSSELIER et al., 1997; ZUBKOV et al., 1998; 2000; HEYWOOD et al., 2006; LINACRE et al., 2015). Devido à forma circular cocóide das cianobactérias e de grande parte dos picoeucariotos, o método do biovolume é ajustado ao formato celular esferoide (BJØRNSEN 1986; SIMON & AZAM, 1989; CHRISTIAN & KARL, 1994; KROER, 1994). O fracionamento de tamanho não estima corretamente o biovolume das diferentes faixas de tamanho das comunidades do nanofitoplâncton e das frações superiores (micro, meso e macrofitoplâncton). Pois estas células são mais rebuscadas em formas e projeções, tendo de demandar uma infinita variação de algorítimos, sendo inviável a transformação direta da densidade destes organismos em carbono (SIMON & AZAM, 1989; LI et al., 1992; CHRISTIAN & KARL, 1994; KROER, 1994; TROUSSELIER et al., 1997; ZUBKOV et al., 1998).
Outro método muito utilizado para determinação de biomassa é pela quantidade de clorofila determinada pela espectrofotometria (excitação e emissão da concentração da molécula de cloro-a), sendo esta uma maneira indireta de contagem. Desde que se tenha uma curva de crescimento de uma determinada espécie, é possível determinar a quantidade de clorofila em cada ponto dessa curva, assim por matemática pode-se aferir o valor de clorofila pelo número de células (SUGGETT et al., 2010), permitindo estimativas da biomassa fitoplanctônica. Inicialmente o método foi descrito por Lorenzen (1967), o qual consistia na extração da clorofila em um solvente orgânico (acetona) e a captura do sinal a 664nm por um espectrofotômetro. Atualmente também é possível, com o uso do fluorímetro, avaliar a
quantidade de clorofila-a diretamente na amostra, sem a necessidade de extração com solventes (GIANNINI & CIOTTI, 2016).
O sensoriamento remoto se utiliza de sensores afastados da superfície terrestre preparados para absorver frequências emitidas a partir da superfície do planeta Terra. A fundamentação ocorre pela medida da radiação eletromagnética que chegam ao sensor a bordo de um satélite e podem caracterizar o estado ou inferir propriedades do mar (CIOTTI et al., 2002). Uma serie de filtros e softwares processam tais imagens e podem compor uma faixa espectral específica ao parâmetro observado (CARR et al., 2006; BRACHER et al., 2017). No caso do parâmetro clorofila, o pressuposto sugere que o teor de sua emissão difratada pela água do mar, resulte em uma frequência que pertença ao espectro de radiância emergente do oceano, também chamado por espectro de cor (O'REILLY et al., 1998). A concentração de organismos (biomassa) é proporcional à interação da energia solar com os pigmentos clorofilados (O'REILLY et al., 1998; CIOTTI et al., 2002; CARR et al., 2006; BRACHER et al., 2017). Relações que estimam a concentração de clorofila através da cor dos oceanos usam uma razão entre bandas do azul e do verde. Uma área de baixa abundância de fitoplâncton é correspondente a uma baixa concentração de clorofila. Medidas in situ são determinantes e necessárias para calibrar os modelos numéricos que relacionam os dados radiométricos com a concentração de clorofila nas bandas de 490 e 555nm (O'REILLY ET AL., 1998).
O sensoriamento remoto utilizado para determinar o POC também vem sendo cada vez mais creditado e utilizado para prever os estoques globais de POC e de carbono estocados no fitoplâncton (STRAMSKI et al., 2008; GRAFF et al., 2015; KOSTADINOV et al. 2016; EVERS-KING et al., 2017; ROY et al. 2017). Alguns métodos para estimar o carbono do fitoplâncton a partir dos dados das cores do oceano dependem da parametrização da relação carbono-clorofila. Ao passo que outros métodos são baseados na estimativa de partículas totais carbono orgânico (POC) e confiam na suposição de que uma fração conhecida de POC é constituída pelo carbono proveniente do fitoplâncton (STRAMSKI et al., 1999; STRAMSKI et al., 2008). Em um trabalho pioneiro usando amostras e imagens de satélite do Oceano Austral, pôde-se constatar que o POC está bem correlacionado com a retrodifusão óptica das partículas suspensas na água do mar. Esta relação, em conjunto com a recuperação do coeficiente de retrodifusão de rejeição de sensoriamento remoto, fornece um algoritmo para estimar o POC da superfície (STRAMSKI et al., 1999). A determinação de POC in situ (incorporação de C) é um dos parâmetros oceanográficos mais robustos e importantes, tão quanto á taxa fotossintética (liberação O2). Existem milhares de métodos fielmente creditados
para tal avaliação, sendo a filtração retendo a matéria orgânica em uma membrana de fibra de vidro é o primeiro passo. Geralmente a variação do peso de antes e após á queima (física e/ou
química) determinam o resultado (Δ OM - Organic Matter) (WALKLEY & BLACK, 1934; GRASHOFF et al., 1999).