Foram utilizados três antifúngicos: fluconazol na concentração de 0,25 a 64µg/mL, itraconazol e terbinafina na concentração de 0,03 a 16µg/mL, sob forma de referência em pó. Os tubos foram incubados a 30°C e após 5 dias, o resultado foi obtido por observação visual.
Foi utilizado o meio RPMI-1640 acrescido de glicose e tampão MOPS (Ácido 3-N-morfolinopropanossulfônico) em pH 7,0.
Soluções estoque: foram preparadas em tubos rosqueados (22X250mm) esterilizados. O fluconazol foi solubilizado em água destilada esterilizada, nas seguintes concentrações: 5120µg/mL, 640µg/mL, 160µg/mL e 20µg/mL. O itraconazol e a terbinafina foram preparados com o solvente dimetilsulfóxido (DMSO) nas concentrações de 1600µg/mL e 200µg/mL. Após a solubilização das drogas, aguardou-se trinta minutos para auto-esterilização das mesmas. As soluções foram preparadas no dia do experimento e foram diluídas para obtenção
Figura 2: Suscetibilidade dos dermatófitos aos antifúngicos pelo método da
_________________________________________________________________ 3. Material e Métodos - 32
das concentrações desejadas conforme apresentado nas tabelas 4 e 5. As concentrações intermediárias foram distribuídas em tubos (12X75mm) previamente autoclavados, na quantidade de 0,1mL.
Inóculos: foram preparados conforme padronização feita por Candido et al. (2001). Os dermatófitos foram semeados em tubos (18X180mm) contendo meio ASD, após 7 dias de incubação a 30°C os fungos foram repicados novamente em tubos (18X180mm) contendo o mesmo meio e incubados a 30°C por 5 dias. A seguir, foi adicionado ao tubo 1mL de solução salina 0,85% esterilizada e após homogeneização com swab esterilizado, obteve-se uma suspensão de conídios que foi transferida para um tubo cônico graduado esterilizado e o volume completado para 5 ml com solução salina 0,85% esterilizada. Dessa suspensão foi feita à contagem de conídios em câmara de Neubauer e padronizado para conter aproximadamente 1 a 5 x 106 UFC/mL. A seguir, essa suspensão de conídios foi diluída (1:1000) em meio RPMI-1640 para a obtenção de um inóculo contendo aproximadamente 1 a 5 x 103 UFC/mL.
Foi adicionado 0,9mL da suspensão de conídios contendo 1 a 5 x 103 UFC/mL, em tubos (12X75mm) contendo 0,1mL das drogas nas respectivas concentrações. Após agitação em mixer, os tubos foram incubados a 30°C por 7 dias.
O controle de viabilidade do inóculo foi feito após semeadura de 100µL da suspensão de conídios contendo 1 a 5 x 103 UFC/mL em meio ASD por toda
extensão da placa de Petri (90X15mm), com auxílio de um bastão de vidro em L. Após incubação a 30°C por 5 dias foi observado o crescimento fúngico e contagem de UFC/placa por mL conforme a seguinte equação:
UFC/mL = UFC/placa x 10 x 1000 UFC/placa = n° de colônias na placa 10 = fator quantidade (µL para mL) 1000 = fator diluição (1:1000)
_________________________________________________________________ 3. Material e Métodos - 33
Tabela 4: Protocolo de diluição do fluconazol. Concentração Inicial (µg/mL) Volume (mL) + RPMI (mL) Concentração Intermediária (µg/mL) Concentração Final (µg/mL) Tubo 5120 0,5 + 3,5 640 64 1 640 1,0 + 1,0 320 32 2 640 0,5 + 1,5 160 16 3 160 1,0 + 1,0 80 8 4 160 0,5 + 1,5 40 4 5 160 0,5 + 3,5 20 2 6 20 1,0 + 1,0 10 1 7 20 0,5 + 1,5 5 0,5 8 20 0,5 + 3,5 2,5 0,25 9
Tabela 5: Protocolo de diluição do itraconazol e terbinafina. Concentração Inicial (µg/mL) Volume (mL) + DMSO (mL) Concentração Intermediária A (µg/mL) Volume (mL) + RPMI (mL) Concentração Intermediária B (µg/mL) Concentração Final (µg/mL) Tubo 1600 - - 0,2 + 1,8 160 16 1 1600 0,5 + 0,5 800 0,2 + 1,8 80 8 2 1600 0,5 + 1,5 400 0,2 + 1,8 40 4 3 1600 0,5 + 3,5 200 0,2 + 1,8 20 2 4 200 0,5 + 0,5 100 0,2 + 1,8 10 1 5 200 0,5 + 1,5 50 0,2 + 1,8 5 0,5 6 200 0,5 + 3,5 25+ 0,2 + 1,8 2,5 0,25 7 25* 0,5 + 0,5 12,5 0,2 + 1,8 1,25 0,12 8 25* 0,5 + 1,5 6,25 0,2 + 1,8 0,625 0,06 9 25* 0,5 + 3,5 3,125 0,2 + 1,8 0,3125 0,03 10
_________________________________________________________________ 3. Material e Métodos - 36
Método de difusão em ágar (Figura 3)
Foram avaliados três medicamentos tópicos de uso veterinário: LEPECID® (Dow AgroSciences) e UNGÜENTO® SPRAY (Vansil) nas formulações comercializadas, e iodo a 10% (Pinus) diluído (v/v) em etanol (concentração final 5% - Apêndice D).
O cetoconazol foi diluído em DMSO para se obter uma concentração de 1280µg/mL, e a seguir, diluído 1:10 no meio RPMI-1640 para obter a concentração utilizada como controle positivo de 128µg/mL. A concentração de DMSO foi inferior a 10%, já que, nesta concentração pode inibir o crescimento do microrganismo avaliado. Foi utilizada como controle negativo, uma solução do meio de cultura RPMI-1640 com 5% de DMSO.
Os dermatófitos foram semeados em tubos (18X180mm) contendo ágar batata e incubados a 30°C por 6 dias. A seguir, foi obtida suspensão dos conídios em solução fisiológica 0,85% esterilizada com auxílio de swab esterilizado. Essa suspensão de conídios foi retirada com pipeta Pasteur, previamente autoclavada, e colocada em tubo cônico graduado esterilizado. O volume foi completado para 5mL com solução fisiológica 0,85% esterilizada, a suspensão foi agitada durante 15 segundos em vortex e, a seguir, sedimentada durante 5 minutos. Decorrido esse tempo, foi feita a contagem de conídios em câmara de Neubauer para a obtenção de 1 a 5x105 UFC/mL. Alíquota de 300µL da suspensão foi adicionada no meio de cultivo (pour plate).
Para o controle de viabilidade do inóculo, esta suspensão foi diluída em 1:1000 no meio RPMI-1640 e semeados 100µL por toda a extensão da placa de Petri contendo o meio ASD, com auxílio de bastão de vidro em L. Após incubação a 30°C por 5 dias foi observado o crescimento fúngico e contagem de UFC/placa por mL conforme citado anteriormente no método da macrodiluição em caldo.
Após a solidificação do meio de cultivo em placas de Petri (150X20mm), foram confeccionados poços, inserindo a parte de maior diâmetro de ponteiras de 100µL e os blocos foram retirados com a ponta das ponteiras. Em cada poço
Figura 3: Suscetibilidade dos dermatófitos aos medicamentos de uso
_________________________________________________________________ 3. Material e Métodos - 37
foram adicionados respectivamente, 50µL das soluções controle positiva (cetoconazol), negativa (solução RPMI-1640 com 5% de DMSO)e drogas-teste.
Estas placas foram mantidas à temperatura ambiente por cerca de duas horas e depois incubadas a 30°C por seis dias. Decorrido o período de incubação, o diâmetro das zonas de inibição do desenvolvimento fúngico foi medido em milímetros.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 40
Entre as 538 amostras coletadas nas duas regiões (São Carlos e sul do estado de Mato Grosso do Sul), em apenas doze (2,23%) foram observados dermatófitos (Tabela 6).
Tabela 6: Percentual de amostras positivas para dermatófitos nos animais, no
ambiente e no solo.
Amostras Total
coletado
Total de amostras positivas (%)
Animais com lesão de casco 7 0 Animais com lesão aparentemente
característica de tricofitose 3 0 Animais com lesão aparentemente
característica de dermatofitose 35 0
Animais sem lesão de pele 463 8 (1,73)
Ambiente 18 0
Solo 12 4 (33,3)
Total 538 12 (2,23)
As 7 amostras coletadas dos animais com lesões podais não resultaram em culturas negativas para dermatófitos (Tabela 6). As lesões, em geral, eram inflamatórias com sangramento, edema de membro e provocavam claudicação do animal. Foram denominadas clinicamente, segundo Nicoletti et al. (2001), como: dermatite interdigital com exposição dos tendões; dermatite digital com comprometimento axial e dermatite digital (papilomatosa) proliferativa. Porém, foram encontrados nas culturas, apenas fungos filamentosos sapróbios, leveduras e bactérias (Tabela 7). Não houve a possibilidade de coletar amostras de casco sem lesão devido à dificuldade em conter estes animais, sendo necessário
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 41
pessoal e equipamento específico. A contenção era feita apenas para o tratamento destes animais, onde se aproveitou para coletar as amostras.
Tabela 7: Fungos isolados de amostras dos animais com pododermatites.
Amostra Fungo isolado
1 Acremonium spp, Beauveria spp, Fusarium spp, bactérias
2 Geotrichum spp
3 Geotrichum spp, Trichosporon spp, fungo demáceo, leveduras
4 Fusarium spp, fungo demáceo e leveduras
5 Geotrichum spp, bactérias e leveduras
6 Geotrichum spp, bactérias e leveduras
7 Geotrichum spp, bactérias e leveduras
Dos 38 animais com dermatoses, apenas três apresentaram lesões aparentemente características de tricofitose, porém a cultura foi negativa para dermatófitos (Tabelas 6 e 8). Um dos animais encontrava-se em São Carlos - SP (Fazenda Canchim - Embrapa) e apresentava lesões múltiplas por todo corpo, crostosas, secas e arredondadas (Figura 4), que persistiam há vários meses. Cerca de dois meses após a coleta, as lesões regrediram e desapareceram por completo com uso de iodo em solução a 5%. Como o tratamento foi iniciado logo após a coleta, não foi possível coletar novo material para diagnóstico diferencial, visto que o animal foi descartado após a cura.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 42
Tabela 8: Fungos isolados de amostras dos animais com lesão de pele.
Amostra Tipo de lesão Fungo isolado
1 Tricofitose Aspergillus ssp, Fusarium spp, Scopulariopsis
spp, levedura 2 Tricofitose Penicillium spp
3 Alopecia Levedura
4 Alopecia C. keratinophilum, levedura
5 Alopecia Fungos ambientais 6 Alopecia Penicillium spp
7 Alopecia Penicillium spp
8 Alopecia Penicillium spp
9 Alopecia Fungos ambientais 10 Alopecia C. keratinophilum
11 Alopecia Fungos ambientais 12 Alopecia Scopulariopsis spp
13 Alopecia Penicillium spp
14 Alopecia Fungos ambientais
15 Alopecia Paecilomyces spp, Penicillium spp
16 Alopecia C. keratinophilum
17 Alopecia Paecilomyces spp
18 Alopecia Fungos ambientais
19 Alopecia C. keratinophilum, Penicillium spp
20 Alopecia Fungos ambientais 21 Alopecia Penicillium spp
22 Alopecia Penicillium spp
23 Alopecia Paecilomyces spp, Penicillium spp
24 Alopecia Fungos ambientais 25 Alopecia Fungos ambientais 26 Alopecia C. keratinophilum
27 Alopecia Levedura
28 Alopecia C. keratinophilum
29 Alopecia Paecilomyces spp
30 Alopecia Fungos ambientais 31 Alopecia C. keratinophilum
32 Alopecia Fungos ambientais 33 Alopecia C. keratinophilum
34 Alopecia C. keratinophilum
35 Alopecia Aspergillus spp
36 Fotossensibilização Paecilomyces spp, Penicillium spp 37 Fotossensibilização C. keratinophilum
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 43
Figura 4: Vista do pescoço de animal com lesões aparentemente características
de tricofitose.
Os outros animais encontravam-se na região sul do estado de Mato Grosso do Sul. Um deles era um animal adulto (aproximadamente três anos), apresentava poucas lesões crostosas, secas e arredondadas na região do pescoço. O outro era um animal jovem, apresentava lesões múltiplas verrugosas por todo corpo que se desprendiam com facilidade da pele, apresentavam secreção purulenta e sangramento (Figuras 5 e 6). Porém, a cultura revelou apenas fungos sapróbios e leveduras (Tabela 8).
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 44
Figura 5: Vista panorâmica de animal com lesões verrugosas.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 45
Os 35 animais, restantes, apresentavam alopecia (Figura 7), escamação e lesões com perda de grande extensão de pele (Figura 8), consideradas pelo médico veterinário como lesões por fotossensibilização. Porém, essas amostras apresentaram cultura negativa para dermatófitos (Tabela 8).
Figura 7: Vista panorâmica de animal com alopecia e eritema (com presença de
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 46
Figura 8: Vista de animal com lesões e perda de grande extensão de pele.
Das 463 amostras dos animais aparentemente saudáveis, apenas oito (1,7%) apresentaram dermatófitos (Tabela 6), sendo isoladas apenas espécies do gênero Microsporum spp. Desse gênero foram detectadas duas espécies, M.
gypseum (7) e uma espécie não identificada (Tabelas 9 e 10). Esses fungos foram
isolados apenas das amostras provenientes de São Carlos – SP.
No período da seca e das águas, na região sul do estado de Mato Grosso do Sul, não foram isolados dermatófitos nos animais avaliados, tanto com lesão (4) quanto sem lesão (22). Em São Carlos – SP houve maior isolamento de dermatófitos nos animais no período das águas, conforme demonstra as tabelas 9 e 10.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 47
Tabela 9: Distribuição de dermatófitos isolados das amostras de pele coletadas de
bovinos em São Carlos - SP no período da seca.
Amostra Número Positivas Dermatófito
Com lesão 1 0 0
Sem lesão 92 1 M. gypseum
Tabela 10: Distribuição de dermatófitos isolados das amostras de pele coletadas
de bovinos em São Carlos - SP no período das águas.
Amostra Número Positivas Dermatófito
Com lesão 33 0 0
Sem lesão 349 1
6
Microsporum spp M. gypseum
Com relação as 18 amostras coletadas do ambiente, como: cochos, árvores, mourões de cerca, bretes, currais, porteiras e postes; estas apresentaram cultura negativa para dermatófitos. Das 12 amostras de solo, 4 (33,3%) foram positivas para cultura de dermatófitos (Tabela 6). Sendo detectada apenas a espécie M. gypseum (Tabela 11).
Os fungos encontrados nos animais e no ambiente nas duas regiões estão relacionados nas tabelas 12 e 13. A tabela 14 apresenta as características morfológicas, fisiológicas e bioquímicas dos dermatófitos isolados. Os demais fungos filamentosos foram identificados baseando-se, apenas, mas características morfológicas.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 48
Tabela 11: Distribuição das amostras de solo, número, amostras positivas e
dermatófitos isolados.
Local (curral) Número Positivas Dermatófito
Fazenda Canchim (Confinamento) 2 2 M. gypseum Fazenda Canchim (Bananal) 2 0 0 Fazenda Canchim (Lagoa) 3 1 M. gypseum Fazenda Canchim (Ordenha) 1 0 0
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 49
Tabela 12: Fungos isolados dos animais e do ambiente/solo da região sul do
estado de Mato Grosso do Sul.
Fungos encontradas nos Amostras animais Amostras encontradas no ambiente/solo Absidia spp. 2 0 Acremonium spp. 18 0 Aspergillus spp. 29 5 M. gypseum 0 1 Paecilomyces spp. 14 3 Penicillium spp. 25 4 Scopulariopsis spp. 15 2 Leveduras 7 0
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 50
Tabela 13: Fungos isolados dos animais e do ambiente/solo de São Carlos – SP. Fungos encontradas nos Amostras
animais Amostras encontradas no ambiente/solo Absidia spp. 1 0 Acremonium spp. 2 0 Acrophialophora spp. 2 0 Aspergillus spp. 5 0 Beauveria spp. 2 0 Bipolaris spp. 1 0 Chrysosporium keratinophilum 96 0 Fusarium spp. 12 4 Geotrichum spp. 11 0 Microsporum gypseum 7 3 Microsporum spp. 1 0 Paecilomyces spp. 27 7 Penicillium spp. 6 5 Scopulariopsis spp. 11 1 Trichosporon spp. 1 0 Fungos demáceos 19 5 Leveduras 62 5
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 51
Tabela 14: Características morfológicas, fisiológicas e bioquímicas apresentadas
pelos dermatófitos identificados.
Fungo Microsporum spp M. gypseum*
Crescimento
em ASD Macroscopia: Colônia ave-ludada, com centro rosa- escuro e borda branca, reverso igual ao anverso (Figura 9). Microscopia: Macroconídios abundantes de paredes espessas. Micro- conídios abundantes clava- dos e sésseis.
Macroscopia: Colônia de superfície plana, de bordas irregulares e pulverulenta (aspecto gizado caracterís- tico), com centro acasta- nhado e borda clara, reverso igual ao anverso (Figura 10). Microscopia: Macroconídios abundantes e característicos, com paredes finas, extremi- dades arredondadas e super- fície levemente rugosa. Micro- conídios piriformes.
Crescimento
em arroz Macroscopia: Colônia sem pigmentação. Microscopia: Macroconídios e microco- nídios abundantes sem características específicas. NR Crescimento em NaCl Macroscopia: Crescimento tolerante ao sal, com colônia pulverulenta branca, reverso marrom-avermelhado com borda amarelada. Micros- copia: Macroconídios e microconídios abundantes sem características especí- ficas. NR Crescimento em ágar peptona
Macroscopia: Colônia sem pigmentação. Microscopia: Macroconídios abundantes sem características especí- ficas, sem microconídios.
NR
Perfuração de pêlo
in vitro
Positiva Positiva
Urease Negativa Positiva
*Todas as cepas de M. gypseum apresentaram as mesmas características. NR – prova não realizada.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 52
Figura 9: Vista da colônia de Microsporum spp: aspecto aveludado, bordas
brancas e centro rosa-escuro, (a) anverso e (b) verso.
Figura 10: Vista da colônia de M. gypseum: aspecto gizado, bordas brancas e
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 53
O número e viabilidade dos conídios dos dermatófitos isolados e das cepas padrão bem como os resultados encontrados nos testes de suscetibilidade frente às drogas antifúngicas pelo método da macrodiluição em caldo estão nas tabelas 15 e 17, respectivamente. O itraconazol e a terbinafina inibiram todos os isolados fúngicos numa concentração <0,03µg/mL. A atividade antifúngica do fluconazol, em termos de CIM, variou de 8 a >64µg/mL para os isolados avaliados. Sendo que, mais de 80% das amostras apresentaram CIM =64µg/mL. As cepas padrão apresentaram valores de CIM correspondentes aos descritos e padronizados pelo NCCLS (1997).
O número e viabilidade dos conídios dos dermatófitos isolados para o teste de suscetibilidade a antifúngicos pelo método da difusão em ágar estão relacionados na tabela 16.
Os medicamentos de uso veterinário: LEPECID® e solução de iodo a 5% apresentaram variação do halo de 46-64mm e 20-85mm, respectivamente. Esses medicamentos foram mais ativos in vitro que o UNGÜENTO® spray, cuja variação foi de 8-17mm (Tabela 18). As figuras 11 e 12 referem-se a atividade antifúngica desses medicamentos pelo método da difusão em ágar.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 54
Tabela 15: Número e viabilidade dos conídios dos dermatófitos isolados e das
cepas padrão (ATCC).
Microrganismos Nº Contagem dos conídios em câmara de Neubauer (conídios/mL) Controle de viabilidade do inóculo (UFC/mL) Microsporum gypseum (1) 2,40x106 1,70x105 Microsporum gypseum (2) 2,70x106 2,30x105 Microsporum gypseum (3) 2,65x106 2,10x105 Microsporum gypseum (4) 2,30x106 2,40x105 Microsporum gypseum (5) 3,25x106 2,10x105 Microsporum gypseum (6) 5,15x106 2,30x105 Microsporum gypseum (7) 2,65x106 4,80x105 Microsporum gypseum (8) 2,55x106 1,90x105 Microsporum gypseum (9) 2,40x106 2,60x105 Microsporum gypseum (10) 2,40x106 2,50x105 Microsporum gypseum (11) 4,00x106 2,60x105 Microsporum spp (12) 1,80x106 2,00x105
Candida parapsilosis ATCC 22019 * 4,07x105
Candida krusei ATCC 6258 * 4,26x105
* Densidade celular ajustada para obter um padrão 0,5 da escala de McFarland segundo a padronização estabelecida pelo NCCLS (documento M27-A de 1997).
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 55
Tabela 16: Número e viabilidade dos conídios dos dermatófitos isolados para o
teste de suscetibilidade a antifúngicos pelo método da difusão em ágar. Microrganismos N° Contagem dos conídios em câmara de Neubauer (conídios/mL) Controle de viabilidade do inóculo (UFC/mL) Microsporum gypseum (1) 7,20x105 1,7x105 Microsporum gypseum (2) 1,70x105 0,3x105 Microsporum gypseum (3) 2,00x105 0,7x105 Microsporum gypseum (4) 3,00x105 0,9x105 Microsporum gypseum (5) 2,40x105 0,7x105 Microsporum gypseum (6) 4,75x105 1,3x105 Microsporum gypseum (7) 6,00x105 1,8x105 Microsporum gypseum (8) 4,20x105 1,1x105 Microsporum gypseum (9) 6,50x105 1,6x105 Microsporum gypseum (10) 7,50x105 1,9x105 Microsporum gypseum (11) 4,47x105 1,4x105 Microsporum spp (12) NC NC
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 56
Tabela 17: Atividade in vitro dos antifúngicos pelo método da macrodiluição em
caldo frente às espécies de dermatófitos e cepas padrão.
CIM (µg/mL) Microrganismos
Nº Fluconazol Itraconazol Terbinafina
Microsporum gypseum (1) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (2) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (3) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (4) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (5) 8 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (6) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (7) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (8) 16 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (9) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (10) 64 <0,03 <0,03 Microsporum gypseum (11) 64 <0,03 <0,03 Microsporum spp (12) >64 <0,03 <0,03 C. parapsilosis ATCC 22019* 0,5 <0,03 2,0 C. krusei ATCC 6258* 32 0,5 >16 * Cepas controle.
Tabela 18: Diâmetro dos halos de inibição dos dermatófitos frente aos
medicamentos de uso veterinário pelo método de difusão em ágar.
Medicamento Variação do halo (mm)
LEPECID® 46-64
Solução de Iodo a 5% 20-85
UNGÜENTO® spray 8-17
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 57
Figura 11: Atividade antifúngica do medicamento de uso veterinário (a)
LEPECID®, (b) controle positivo e (c) controle negativo frente ao M.
________________________________________________________________________ 4. Resultados - 58
Figura 12: Atividade antifúngica dos medicamentos de uso veterinário (a) solução
de iodo a 5% e (b) UNGÜENTO® spray, (c) controle positivo e (d) controle negativo frente ao M. gypseum.
_________________________________________________________________________ 5. Discussão - 60
As dermatofitoses constituem um dos grupos de doenças mais importantes dentro da prática dermatológica e são adquiridas por diversas formas de contágio, entre elas, o contato direto com animais que são reservatórios de fungos.
Tem-se estabelecido que a maioria dessas infecções encontra-se primariamente concentrada nas regiões tropicais, onde o clima é quente e úmido, causando grandes problemas de saúde pública, além de produzirem perdas econômicas na pecuária (KHARE, 1983; FARUQUI, 1984).
O projeto proposto, inicialmente, para esta dissertação visava, principalmente, verificar a incidência de dermatofitoses em bovinos na Fazenda Canchim (Embrapa – pecuária Sudeste em São Carlos – SP). Visto ser uma propriedade que apresenta condições adequadas de manejo dos animais, com funcionários e pesquisadores de várias formações, inclusive médicos veterinários que atuam em período integral. No entanto, como o número de animais com dermatoses nessa propriedade foi pequeno, optou-se então, por procurar animais com lesão de pele em outras regiões. Porém, foram encontradas diversas dificuldades, dentre estas, a disponibilidade de médico veterinário e funcionários para acompanhar as coletas e verificar animais com lesões. Outra dificuldade foi a distância das propriedades e o pouco tempo que restava para efetuar as coletas nessas outras áreas.
Nesse trabalho, verificamos que, apenas 12 (2,23%) das 538 amostras coletadas apresentavam dermatófitos (Tabela 6), sendo que, esses foram isolados apenas das amostras coletadas dos animais aparentemente saudáveis e do solo. E somente o gênero Microsporum foi detectado.
Dos 508 animais avaliados, 7 apresentaram pododermatite, três (0,59%) tinham lesões aparentemente características de tricofitose (Figuras 4-6), e 35 (6,9%) eram sugestivas de dermatofitoses (Figuras 7 e 8). Os animais com pododermatite tinham diagnóstico clínico de lesões por traumatismo, com infecção secundária por bactérias (Tabela 7).
Dos animais que apresentavam lesões sugestivas de tricofitose, não ocorreu o isolamento do T. verrucosum. Esse fato, provavelmente, foi devido ao crescimento abundante de fungos sapróbios (Aspergillus spp, Penicillium spp,
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Fusarium spp e Scopulariopsis spp – Tabela 8), que poderia ter colaborado para a
inibição do provável agente etiológico. Desses fungos, a literatura cita apenas o gênero Scopulariopsis spp como agente etiológico de dermatoses em caninos, eqüinos, bovinos e suínos (KINTNER e BLENDEN, 1961; PURCHIO et al., 1980; GANDRA et al., 1986). Outro fator que pode ser considerado foi o tratamento de um dos animais (Figura 4) com solução de iodo a 5% algumas semanas antes da coleta. Conforme citado na literatura essa solução tem atividade fungicida contra dermatófitos (SOARES, 1998). Outra possibilidade seria a similaridade entre a tricofitose e as lesões provocadas pelo actinomiceto Dermatophilus congolensis, ou por outras dermatoses, por exemplo, infecção bacteriana, escabioses, tumores e reações alérgicas (van CUTSEM e ROCHETTE, 1991).
As lesões sugestivas de dermatofitoses, segundo a literatura (van CUTSEM e ROCHETTE, 1991), poderiam ser causadas ocasionalmente por T.
mentagrophytes ou, raramente por espécies do gênero Microsporum. Ressalta-se
que, em 28,6% dos 35 bovinos, que apresentavam esse tipo de lesão, foi isolado o fungo queratinofílico C. keratinophilum (Tabela 8), e segundo relato de Shankar et al. (2002), esse fungo secreta substâncias que possuem atividade antidermatofítica. Como houve o crescimento rápido e abundante de C.
keratinophilum bem como de outros fungos saprófitas, acredita-se também, que
esses poderiam ter impedido o desenvolvimento de um fungo de crescimento moderado a lento, como um dermatófito. Ou então, essas lesões poderiam ser provenientes de processos alérgicos (van CUTSEM e ROCHETTE, 1991) ou causadas por outros fungos, inclusive os queratinofílicos (Tabela 8). Porém, para se ter certeza que uma espécie de fungo saprófita é o agente etiológico, torna-se necessário o isolamento do mesmo microrganismo três vezes em diferentes ocasiões. Todavia, devido à alta rotatividade dos animais, esse procedimento se tornou impossível.
Outro fator que poderia ter contribuído para a baixa incidência de fungos dermatófitos seria a amostragem. Porém, em outras pesquisas, realizadas em diversos países, a amostragem estudada foi superior a utilizada no presente estudo, sendo que, na maioria das vezes a incidência também foi baixa. Mitra et
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al. (1998) avaliando a incidência de dermatófitos em um rebanho de 1062 bovinos na Índia, observaram que apenas 21 animais apresentavam lesões de pele e